实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。

给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。

①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。

2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。

如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。

方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。

注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。

肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。

给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。

此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。

但排泄较快，作用时间较短。

①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。

鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。

操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。

开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。

如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，尽量从尾的末端开始。

一次的注射量为每10g体重0.1～0.2ml。

②豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉。

鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。

③兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。

注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。

④狗的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。

注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。

6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。

腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。

一般多选用腹部淋巴囊给药。

注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。

（二）经口给药法1. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。

一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。

大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。

2. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法。

此法剂量准确。

灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。

灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。

焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。

针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。

①鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。

一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6c m。

常用灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。

②狗、兔的灌胃法：先将动物固定，再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插。

插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入。

灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。

一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml，狗为 200 ～250ml。

（三）其它途径给药方法1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。

如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。

2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。

如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。

4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。

兔直肠内给药时，常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。

6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。

灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。

大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。

大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg。

但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为0.018。

二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。

常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7号针头。

2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。

这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。

进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

3.尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。

4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。

三、大鼠尾静脉注射这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。

但是可以肯定的说，只要掌握了方法，大鼠的尾静脉注射还是很容易的。

总的来说，大小鼠的尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠的尾巴较粗，而且血管也较粗，进针的手感比较好找。

但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片的间隙，以利于针尖顺利刺入。

操作步骤：1. 首先要固定大鼠，最简单的固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了。

但是我们往往需要多次给药，就是单次给药的话，每只都麻醉的话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响，因此，有必要找另外的方法固定了。

再有的固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。

圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴）。

另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。

网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面。

圆筒的长度约15～20cm，直径约5～8cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的大鼠。

操作的时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网的一面稍微向上，拔下另外一头的盖子，抓住大鼠的尾巴，悬空大鼠，让大鼠的头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了。

也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用，不推荐使用。

2.固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除针头，接上5.5号的头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头。

3.注射前首先要让大鼠的血管充盈。

可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法，（一般水浴温度45度左右），大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风的热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄伤动物。

若大鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。

温水浸泡2～3分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。

等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。

若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。

4.大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。

一般要求进针部位靠近大鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。

但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5.最关键的就是进针了。

进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。