1. 2.
3. 4. 5.
麻醉之前应禁食，准确称量动物体重，作为计算麻醉剂用 量的依据。 应注意不同麻醉药对动物的作用是不同的，如戊巴比妥钠、 硫贲妥钠等能抑制心肌收缩力，使肌肉松弛，而氯胺酮则 相反。 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻醉前给药如阿 托品和苯巴比妥钠。 静脉注射麻醉药是必须缓慢，边注射边观察动物。 在麻醉过程中密切观察动物的反应，动物在麻醉期间体温 下降，应注意保温。
家兔的抓取

犬抓取注意点
不要轻易使用长柄铁钳，钳伤造 成的伤害会使它对你更加恐惧， 影响以后实验的进行。 抓取后用绳子将嘴绑住。
狗嘴的捆绑方法
二、实验动物的麻醉方 法
实验动物的麻醉方法



对实验动物进行麻醉的目的是：消除实验过程中引起的痛 苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行， 是动物实验伦理的一个重要方面。 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康状况等因素 进行综合考虑，决定选用的麻醉剂和麻醉方法。 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验动物的麻醉 中绝大多数采用全身麻醉。
大鼠
1.5-5.0 1.0-8.0
应
用
大批动物集中处死采血，速度快 大批动物集中采血，若一次少量采,可反 复几次
尾静脉切割采血法
0.01-0.05
0.1-0.5
用于用血量少的检验， 如血常规，能长时期反复多次采血
眼眶后静脉采血法
0.02-0.1
0.2-1.0
能反复多次采血
腋窝动静脉采血法
心脏采血法 腹主动脉采血法
4、犬的采血方法


后肢外侧小隐静脉采血 前肢背侧皮下头静脉采 血 颈静脉采血 股动脉采血
前肢静脉采血 后肢小隐静脉采血
实验动物血液的采集方法
各种实验动物活体安全采血量和致死采血量
动物种类 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 犬 猴 最大安全采血量 （ml） 0.3 2 5 10 50 15 最小致死采血量 （ml） 0.5 5 10 40 300 60
2～4小时。 对呼吸和神 经影响小， 1000～1500（ip） 但可降低血 压 30～40（ip） 2～4小时。 注射后作用 迅速，一般 最常用，肌 松不够完全。 约半小时。
45～50（ip）
40～50（ip）
40～50（ip） 20～25（iv） 30～40（iv）
实验动物的麻醉方法
实验动物麻醉应注意的事项
空气栓塞法 优点：方法简单、迅速， 缺点：动物死于急性循环衰竭，各脏器凝血十分明显。 急性失血法 先行麻醉，再分离颈动脉或股动脉，将一根较粗的塑料管插入动脉内放 血。动物在3～5min内即可死亡。 优点：动物十分安静，对脏器无损伤，对活杀采集病理切片标本是一种 比较好的方法。 化学药物致死法 通过注射一定量的化学药物而使动物迅速致死。 例如： 10％氯化钾溶液：静脉注射，用量为犬20～30ml/只，兔5～10ml／只
一、动物的抓取
动物的抓取
小白鼠的捉持
捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上， 并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的 皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住 鼠尾或小鼠的左后肢即可。
小鼠抓取方法
动物的抓取
大白鼠的捉持
大白鼠的捉拿时，可戴上手套。实验者可用右手捉住鼠尾， 放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指 和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入， 将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
第六章 动物实验与血清学试验
Hale Waihona Puke 主要内容12实验动物的抓取方法
实验动物的麻醉方法
3 实验动物血液的采集方法 4 实验动物各种体液的采集方法 5
实验动物的处死方法
进行实验操作前必须注意的事情
1. 实验动物作为人类的替难者进行各种生物医学研究。试
验中要从动物福利和动物实验伦理学考虑，减少一些不 必要的动物实验，如若不得不做的动物实验，要尽可能 将动物的痛苦、压迫和不适降到最低。 2. 动物实验的实践性非常强，不能仅靠书本理论知识，需 要通过反复实践加以掌握，以保证实验的顺利进行和减 少动物承受的痛苦
大 鼠 抓 取 方 法
动物的抓取
豚鼠的捉拿、固定
豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。 先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只 手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。
豚鼠抓取方法
动物的抓取

家兔的捉持
用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔 提起，另一手托其臀部，使兔呈 坐位姿势。
实验动物的麻醉方法
全身麻醉
吸入麻醉法：用挥 发性麻醉药。 常用麻醉药： 乙醚 氯仿
注射麻醉法：用非 挥发性麻醉药。 常用麻醉药： 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 乌拉坦
实验动物的麻醉方法
常用非挥发性麻醉药的剂量
药物及常 用的溶液 浓度 乌拉坦 （20～ 25%） 戊巴比妥 钠 （ 1～ 4％） 硫喷妥钠 （2～4％） 剂量（mg/kg) 小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 1000～1200（iv） 1000～1500 （ip） 1000～1500 （ip） 1000～1500 （ip） 麻醉持续时 间与特点
0.5-1.5
-
1.0-5.0
0.2-1.0 5.0-10.0
需处死动物，麻醉后采血
需处死动物，麻醉后采血
实验动物血液的采集方法
2、豚鼠采血方法

耳缘切口采血 背中足静脉采血 心脏采血 耳缘静脉采血 耳中央动脉采血 颈静脉采血 颈动脉采血 心脏采血
3、兔的采血方法

实验动物血液的采集方法

血清学试验


本质：抗原抗体在体外出现肉眼可见的特 异性反应 优点：特异性强、敏感性高、简便、快速 血清学试验包括：血清学鉴定和血清学诊 断
血清学鉴定

用含已知特异性抗体的免疫血清（诊断血 清）与分离培养出的未知纯种细菌或标本 中的抗原，进行血清学反应，以确定病原 菌的种或型。
直接凝集试验
四、动物各种体液的采集方法
动物各种体液的采集方法
1、尿液的采集方法
常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量 的水。 代谢笼法（适用于大、小鼠） 导尿法（常用于雄性兔、狗） 压迫膀胱法（适用于兔、狗等较大动物） 输尿管插管法 膀胱插管法 膀胱穿刺法 剖腹采尿法 反射排尿法

三、实验动物血液的采集方 法
实验动物血液的采集方法
1、大鼠、小鼠的采血 方法

尾部采血 眼眶后静脉丛采血 颈(股)静脉或颈(股)动脉 采血 摘眼球采血 断头采血 心脏采血
尾部采血
心脏采血
大小鼠不同采血方法的比较
采血量（ml） 采血方法 断头采血法 摘眼球采血法
小鼠
0.2-1.0 0.2-1.5
五、实验动物的处死方法
实验动物的处死方法

安死术的概念
“安死术”是指以人道的方法处死动物的过程。在处死动 物过程中减少动物的惊恐或焦虑，安静地、无痛苦地死亡。
实验动物的处死方法
1、大鼠小鼠处死方法

颈椎脱臼法 急性失血法 麻醉致死法 断头法 击打法
实验动物的处死方法
2、犬、兔、豚鼠处死方法
国际上对动物实验伦理有如下五项要求:
⑴动物居住空间应符合标准 ,注意日常的饲育管理 , 不使动物饥饿、缺 水和患病。 ⑵尽可能地采用代替法最少地使用和牺牲动物。 ⑶使用犬、猫和猴时，实验前应进行训练，尽可能地减少动物的恐惧 和不安。 ⑷实验结束和动物不可能恢复时，应采取安乐死。 ⑸要爱护试验动物和对由于实验死亡的动物应持有怜悯和感谢之情。
荚膜肿胀试验
血清学诊断

已知抗原检测血清中相应抗体 取患者急性期和恢复期双份血清，后者的 抗体效价比前者升高4倍或4倍以上才有诊 断意义。
THE END
谢谢大家！
动物各种体液的采集方法
2、消化液的采集
唾液（直接抽取法；制造腮腺瘘法） 胃液（直接收集胃液法；制备胃瘘法） 胰液和胆汁（通过对胰总管和胆总管的插管而获得）
3、脑脊液的采集
狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法 大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法
4、其他体液的采集
胸水的采集 腹水的采集 骨髓的采集 精液的采集 阴道内液体的采集