动物的抓取
大鼠的抓取固定方法
大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖 性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指， 抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
实验动物的给药方法
经消化道给药 1．小鼠灌胃法灌胃法 12~16号注射针头，尖端部磨钝，针头长 4~5cm进针2~3cm后。 灌药量一般为0.1~0.3ml/10g体重
实验动物的编号、捉拿与固定




1．染料标记法 常用染料： 红色染料：5％中性红或品红液； 黄色染料：3%～5％苦味酸溶液； 咖啡色染料：2％硝酸银溶液； 黑色染料：煤焦油的酒精溶液。

颜色的不同选择不同 化学药品涂染动物。 A、兔、猫、狗等动物的标记方法：用毛笔蘸取不同颜色 的染料溶液直接在动物背部涂写号码。若用硝酸银溶液涂 写，则需在日光下暴露1分钟。 B、大鼠、小鼠的标记：通常在动物不同部位涂上有色斑 点来表示不同的号码。常规的涂染顺序是从左到右、从上 到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、 背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢 9号、不作染色标记为10号。 在每组实验动物不超过10只的情况下适用。



双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的 方法。双色法色法可标记100位以内的号码。 例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用 品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染 色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方 法参照单色涂染法， 即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、 头部4 0号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、 右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标 记。 比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红 （红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即 可。



3.心脏取血法：
用粗针头一次针刺心脏大量抽取血液，可 致动物死亡。此法常用于豚鼠、猴等

4.大量放血法：
大鼠可采取摘除眼球，由眼眶动脉放血致 死。断头、切开股动脉亦可使其大量失血 而死。家兔可在麻醉情况下，由颈动脉放 血，并轻轻挤压胸部，尽可能使之大量放 血致死。 此法对内脏器官无损伤，是采集病理切片 标本和血液样本的一种较好办法。

1．青蛙与蟾蜍 2．小白鼠 3．大白鼠 4．豚鼠：性情温顺，胆小怕惊吓，对组胺敏感。 常用于免疫学研究和过敏性疾病模型 5．家兔：耳大，血管清晰，便于静脉注射和取血。 眼大易观察，常用于眼科研究。因其体温变化较 敏感，也常用于体温实验及热原检查。



6．猫：猫的血压比较稳定，较大鼠、家兔等小动 物更接近于人体，且与人相似，故可用于循环药 理研究。 7．狗：是医学实验中最常用的大动物。血液、循 环、消化和神经系统均很发达、与人类较接近。 适用于药理学、毒理学和药物代谢、营养学和药 理学研究。 8、小型猪：毛发、皮肤厚薄，形态学和增殖动力 学与人非常相似。理想的烧伤模型 9、猴：最相似的生物学和行为学特征
药理学实验概述
一、药理学实验课的目的


在实验过程中使学生初步掌握药理学实验 的基本操作技术 验证和巩固药理学的基本理论。 通过实验培养学生具有科学的思维方法和 科学的工作态度。

药理学实验的特点

药理学实验一般以活体为对象，包括其正 常功能、整体的动物和离体的器官或组织 均在具有活性的前提下用于实验。 小心、规范地操作注意保护动物或标本于 最佳活性状态。

小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠 尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行 时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤 ，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按 住鼠尾，小指按住后腿即可。有经验者直接用左手 小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳 后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行 实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他 实验操作。


仔细、耐心地观察实验过程中出现的现象，真实 客观地记录实验结果，并加上必要的文字注释， 有时还需要绘制图形或曲线进行分析。




（三）实验后 将实验用具整理就绪，所用器械冲洗干净 后，交还借用的器械。如果器械有损坏或 短少，应立即报告负责教师。 动物尸体、标本、纸片和废品应放到指定 地点。 搞好实验室的清洁卫生工作，离开实验室 前应关灯，关窗，关水龙头。 认真整理实验结果并撰写实验报告。



选择一根最为充盈的血管，右手持4号针头使其与 尾部呈30度角刺入静脉，针头在静脉内平行推进 少许，左手三指连针头和鼠尾一起捏住固定，以 防动物活动时针头脱出。回抽见血，且推动药液 无阻力、并可见沿静脉血管出现一条白线说明针 头在血管内，可注药 。如遇到阻力较大，局部发白变硬时，说明针头 不在静脉内，需拔出针头重新穿刺。注射完毕后 拔出针头，轻按注射部止血。一般选择尾两侧静 脉，针刺宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以 备反复应用。 一般一次注射量为0.05～0.2ml/10g体重。


注射或吸入麻醉剂法等。
蛙或蟾蜍类可断头，也可用探针经枕骨大 孔破坏脑和脊髓处死。
实验报告的书写

每次实验，均要求写出实验报告。实验报 告应注意文字简练，通顺，书写清楚，整 洁，正确使用标点符号。
动物实验的基本操作技术

实验动物是指人工饲养，对其携带的微生 物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚 的动物。 这些个体具有较好的遗传均一性、对外来 刺激的敏感性和较好的重复性。





2．穿耳打孔法：用专门的打孔器在动物耳 朵的不同部位打孔或缺口来表示一定号码。 此法是小鼠常用的标记方法之一。 3．挂牌编号法：常用于狗、猴、猫等大动 物的编号。实验前将之固定于动物的颈圈 或耳上 4．人工针刺号码法：先将动物被毛去除， 用针在动物皮肤上刺出号码，再用酒精墨 汁涂染即可
动物的抓取

大鼠、豚鼠、兔、猫等的腹腔注射皆可参 照小鼠腹腔注射法。但应注意家兔与猫在 腹白线两侧注射（应在离腹白线约1cm处进 针）。



3．肌肉注射法 小鼠、大鼠、豚鼠肌肉注射 一般因肌肉少， 不作肌肉注射，如需要时，可将动物固定 后，一手拉直动物左或右侧后肢，将针头 刺入后肢大腿外侧肌肉内， 小鼠一侧药液注射少于0.4ml，针头选用5～ 7号。 兔肌肉注射 可选两臂或股部。
静脉注射法



小鼠大鼠一般采用尾静脉注射。 注射前先将动物固定于固定器内（可采用铁丝笼、 金属筒或底部有小孔的玻璃筒），使其整个尾部 外露， 以右手食指轻弹尾尖部，必要时可用45～50℃的 温水浸泡尾部1～2分钟或用75％乙醇擦拭尾部， 或者将小鼠先放在40~50℃左右的加热板上做运动， 使其全部血管扩张充血。 以拇指与食指捏住尾根部两侧，无名指和小指夹 持尾尖部，中指从下托起尾巴固定之。

大鼠皮下注射
注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作 时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺 入皮下后推注药液。 一次注射量不超过1ml/100g体重。

2．腹腔注射法


（1）小鼠腹腔注射 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。 右手持注射器，在小鼠下腹部腹白线稍向 左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮 肤，针头到达皮下后， 沿皮下向前推进3～ 5mm，然后使注射器针头与皮肤呈45°角刺 入腹膜。 针头刺入腹膜后感抵抗力消失， 此时在保持针头不动的状态下回抽针栓， 如无回血或尿液，则可推入药液。 一次可注射量为0.1～0.2ml/10g体重。


大鼠灌胃法 长约6～8cm，直径约为1.2mm ， 一次灌胃量一般在1ml/100g体重。
二、注射给药法


小鼠皮下注射 通常在背部皮下注射。注射时以左手拇指 和中指将小鼠颈背部皮肤轻轻提起，食指 轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝， 右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻 轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮 下，此时可将药液注入，针头拔出后，以 左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防 药液流出。 药量一般为0.1ml—0.3ml/10g体重。

三、药理学实验课的要求

实验前
仔细阅读本课程和有关课程的讲义，了解 实验的目的、要求、步骤和操作程序。 结合实验内容复习有关理论。


（二）实验时
保持实验室的整齐、清洁，保持实验室安静，不 要高声谈笑，不得进行与实验无关的活动。 爱护公共财物,各组仪器和器材由各组使用 按照实验步骤，认真操作，注意保护实验动物和 标本，节省实验器材和药品。

家兔：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。 注射前先剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部， 血管即显现出来。可先轻弹或用酒精棉球揉擦耳 尖部并用左手食指和中指轻压耳根部，拇指小指 夹住耳边缘部分，以左手无名指放在其下作垫， 待静脉显著充盈后，右手持带有6~8号针头的注射 器刺入静脉（第一次进针点要尽可能靠远心端， 以备反复应用），顺着血管平行方向深入1厘米后， 放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食指移至 针头刺入部位，将针头与兔耳固定 针头刺入血管 后再稍向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局 部皮肤发白、隆起现象，即可进行药物注射，
实验动物的处死方法

1.颈椎脱臼法：
本法最常用于小鼠。用拇指和食指压住小 鼠头的后部，另一手捏住小鼠尾巴，用力 向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，延脑与脊 髓离断而死亡。处死大鼠也可用此法，但 需较大力气。

2.空气栓塞法：
主要用于大动物的处死。用注射器将空气 快速注入静脉或心脏，使动物发生静脉空 气栓塞，特别是肺动脉栓塞而致死。 兔一般选用耳缘静脉，狗由前肢或后肢皮 下静脉注射。 一般兔与猫可注入空气10～20ml；狗需注入 70～150ml空气。