动物实验（小鼠）的一般操作技术一目的和要求：通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。

二实验内容：1 实验动物的抓取2 实验动物性别、发情和配种的鉴定3 实验动物编号的标记方法4实验动物被毛的去除术5 实验动物的给药途径和方法6 实验动物的麻醉7实验动物的采血8 实验动物的处死方法9 雄性不育小鼠的制备三实验的方法1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。

2 实验动物性别、发情和配种的鉴定：1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。

距离远的为雄性，距离性别鉴定：○近的为雌性。

成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛2 动物仰卧保定，观察乳头。

雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。

小沟。

○发情鉴定（阴道分泌物检查）材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道膜发生典型的变化。

操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。

2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液器吸头将其均匀涂抹开。

3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。

4. 待其干燥后，先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干燥，待检。

5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。

附：小鼠发情周期阴道细胞的变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后2～3小时。

配种鉴定：○1 阴道栓法○2 涂片检查法。

3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。

用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。

用两种颜色可以染到99。

4 小鼠被毛去除：给药途径和方法：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。

5给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。

用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。

用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。

6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。

给药途径有吸入性麻醉，注射给药。

小鼠一般用腹部麻醉的方法。

用戊巴比妥钠40mg／kg，根据小鼠的体重给药。

抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。

注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。

7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。

将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。

用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。

8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。

9 雄性不育小鼠的制备结扎雄鼠的手术技术，包括麻醉、手术、缝合和术后观察等。

1、雄鼠的麻醉：戊巴比妥钠，以40ml/kg腹腔注射。

2、雄鼠输精管的结扎1）适合的雄鼠应在6周以上。

术前和术后都应注意保持温度，尤其是术后腹部道口散热严重。

2）称重麻醉3）腹部消毒：用70％的酒精消毒腹部手术部位。

4）剪毛如果鼠毛多，可沿腹中线剪毛。

5）切开皮肤：用钝镊子夹起皮肤，使之离开腹壁。

沿腹中线在适当位置开口。

注意，要保持剪子向上抬起。

6）切开体壁：用小镊子夹住体壁，提起，使之离开肠管。

再用眼科剪子在腹中线轻轻剪1厘米长的切口。

注意不要触伤下面的肠管。

7）找到睾丸的的白色脂肪垫，把一侧睾丸从阴囊推入腹腔。

用小镊子夹住腹壁切口一缘，找到附于睾丸的白色脂肪垫（体）。

8）取出睾丸，用钝镊子夹住脂肪体，将其轻轻拉出切口，继之睾丸、输精管等也被拉出。

不能直接触及或操作睾丸，只能通过操作脂肪体使睾丸移动和定位。

9）结扎输精管：仔细辨认睾丸和附睾，将附睾尾下方的输精管用小镊子夹起，用缝合线在夹起的输精管段的两端结扎，然后在两个结扎部的中间区域剪断。

（也可用灼热的小镊子烧断输精管，或者去掉一段输精管）。

10）复位：结扎完后，轻轻牵动脂肪体，使睾丸等复回腹腔。

按上述方法结扎另一侧输精管。

11）缝合：外科手术缝合刀口，撒上适量抗生素。

术后护理：手术后的雄鼠要认真护理，提高环境温度。

一般术后两周后才能使用篇二：动物实验及报告编写要求附模板动物实验报告要求第一部分：动物实验概述应提供—个动物试验的主要内容提要，该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、试验研究动物、诊断及进入研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准（有效性、安全性）、统计方法、实验结论（效能结论、安全性结论、结论）及报告日期。

该提要应包括表明结果的数字资料，而不仅仅是文字和p值。

第二部分：实验内容（一）动物实验一般资料（动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等）：（二）动物实验试验方法；（三）所采用的统计方法及评价方法；（四）动物实验评价标准；（五）动物实验试验结果；（六）动物实验试验中发现的副作用及其处理情况；（七）动物实验试验效果分析；（八）动物实验试验验结论；第三部分：实验（一）实验名称：要能够明确表达试验内容；（二）实验目的：要直截了当的说明为什么要进行这个试验，解决什么问题，具有什么意义；（三）试验器材：所有仪器、材料应介绍齐全；所用材料、试剂、诱导物对动物有无危害影响说明。

（四）实验动物的选取（动物种类，性别，体重，年龄，品系，级别，健康状况，动物来源及其合格证号）；（五）分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和重复性（环境因素；理化因素；营养因素；居住因素；同种动物间因素；异种动物间因素）；（六）动物实验设计与分组（是否符合对照性、一致性、重复性三原则；该试验选取了什么设计方法，比如单组比较设计、配对比较设计等等；动物随机分组方法应具体描述，如分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法，切忌不可简单的“随机”二字就带过）。

第三，实验基本技术的描述，包括：（一）实验动物的抓取与固定（哺乳类与非哺乳类动物的方法不同）；（二）动物的编号、标记（临时性、半永久性及永久性标记）及去毛（剪毛法、拔毛法、剃毛法、脱毛法）；（三）若该试验中动物需要麻醉，则采用了何种麻醉类型与方法（全身麻醉方法、局部麻醉方法）以及麻醉药物与麻醉剂用量（挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂），若过量麻醉，复苏和抢救措施是如何实施的；（四）动物的给药途径与方法：根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法；（五）动物血液的采集方法（不同部位）；（六）动物各种体液的采集方法（不同部位）；（七）常见观察指标的测定与检查方法（生理指标测定方法；生化指标测定方法；血液学指标测定与检查方法；免疫学指标测定方法）；（八）受试动物的动物实验检查方法（一般检查内容及方法；系统检查及方法；动物脏器组织的活检方法）。

第四，实验过程的描述，又分为药物研究的动物试验、免疫研究的动物试验、有关感染研究的动物试验、有关生殖与胚胎研究的动物试验这几方面。

主要从具体试验要求，试验准备，观察指标以及结果分析与评价来说明。

比如在药物长期毒性观察的动物试验方法中，需要对试验要求、观察指标和指标检测时间与恢复期观察三方面考虑，又如动物免疫血清的制备方法中，应对试验准备、免疫程序与效价测定和免疫血清的采集和提纯阐述，再如病毒增殖的动物接种试验里，应该对病毒增殖的鸡胚接种方法和动物感染病毒的接种方法作一描述。

第五，试验结束后，对试验动物的处理：（一）若试验动物在试验过程中未受到大的伤害，则应对其采取福利措施善后处理，这里就需对处理方法做描述；若产生的伤害使动物及其痛苦，出于人道考虑，应对其采取安乐死，因此安乐死的方法应说明；（二）若需剖检，应记录剖检的物品准备，尸体的外部检查情况，脏器采出与检查方法，病理材料的采集和送检方法以及尸体剖检记录。

第六，对动物试验数据的处理和分析结果。

第七，通过该试验，作者还有什么需要值得改进，思考的地方都应说明。

附件：植入式心脏起搏器产品动物试验动物试验的基本要求：动物实验的设计应尽量接近该器械在人体中的预期用途。

一般认为犬模型适于用来评价起搏器。

建议植入足够数量的动物／起搏器，以便于得出有效的结论。

建议与起搏器配合使用的电极需选用已经过注册批准的电极导线，如对新起搏器无法获得批准过的电极导线，则试验时应考虑未经批准的电极导线对试验结果的影响。

二、动物试验的内容1. 研究目标⑴感知评价起搏器对心脏信号（r、p、t波和远场信号）及噪声的感知响应评价长期感知的稳定性对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较验证在起搏、遥测过程中感知的准确性⑵对制造商标称的起搏器功能指标进行评估，并对各功能指标进行动物实验的必要性说明。

例如模式转换、频率适应房室期间（raav）、起搏、睡眠特性、非竞争性心房起搏、频率等⑶起搏功能动物实验结束后，对起搏器的输出与起搏阈值准确性进行检查如果制造商标称起搏器具有夺获管理功能，应通过诊断趋势评估夺获管理的运行，与手动测量比较和核查异常中断的原因⑷电极导线阻抗测量验证电极导线阻抗测量特性在活体环境中能按照设计运行（例如极性确认、极性配置等）⑸程控的可靠性验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性，模拟实际使用的各种参数组合、参数调整⑹抗干扰试验验证通讯工具、家用电气、安检系统的干扰⑺植入物检测在活体环境下手动验证植入物性能特征⑻感染控制植入过程应按照临床使用要求在无菌环境下实施。

对可疑的植入部位的感染应通过对潜在病原体的培养和鉴定以进行评价⑼植入位置验证对植入起搏器的位置的确认可采用x射线成像术证明2. 动物选择及试验过程⑴实验基本条件：具备外科无菌手术条件，建议采用试验用犬。

⑵模型制备:建议采用射频消融术、化学消融或外科手术等技术建立犬ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb）动物模型，建议每个型号的植入性起搏器实验动物应在9只或以上。

以体表心电图和腔内心电图显示房室分离即视作达到手术终点。

两组动物在手术后应用体表心电图和/或holter 随访观察4 周。

模型稳定性的评价:在手术4周后随访体表心电图仍稳定地表现为ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb），显示p、ors 波分离。