微囊藻毒素引起肝脏损伤的研究进展摘要】微囊藻毒素可以特异性作用于肝脏，引起肝脏损伤，进而导致肝癌发生，本文对微囊藻毒素肝脏损伤作用特点及作用机理等方面研究进展进行综述。

微囊藻毒素可明显损伤肝脏细胞，影响肝脏细胞形态的完整性，同时影响肝细胞的生理生化功能，引起细胞内酶学改变。

另外，藻毒素对DNA可造成损伤，进而影响肝脏功能，造成肝脏损伤。

其机制包括：抑制丝氨酸／苏氨酸蛋白磷酸酶PP1和PP2A活性，使体内蛋白质过磷酸化；引起肝细胞内活性氧类（ROS）如过氧化物、羟基增加，造成脂质过氧化和DNA损伤；抑制肝细胞GJIC功能。

【关键词】微囊藻毒素肝脏损伤【中图分类号】R657.3 【文献标识码】A 【文章编号】1672-5085（2014）14-0058-02近年来，随着人类生产、生活活动的迅速发展以及工农业排污的增加，水体富营养化日益加剧，导致江河湖泊中藻类尤其是蓝藻异常生长繁殖，其产物―蓝藻毒素尤其是微囊藻毒素（Microcystins, MC）不仅破坏了水生生态系统的平衡，而且给人类生命健康造成巨大的影响，由微囊藻毒素引起的人和动物急性中毒和死亡事件屡屡发生。

我们根据藻类毒素的作用方式，可将其分为肝毒素(如微囊藻毒素)、神经毒素(如类毒素)、皮肤刺激物或其他毒素。

其中，肝毒素因可特异性地作用于肝脏，引起肝脏的损伤，危害最大。

它主要是由微囊藻、项圈藻和念珠藻等属的某些种类产生，但是大部分肝毒素都是微囊藻毒素。

目前发现的该种类毒素至少有60多种，常见的是LR、RR、YR三种毒素。

饮水中的MC污染与肝肿瘤发生的相关性已得到流行病学证明。

目前，以微囊藻毒素为代表的藻类肝毒素已被公认为是除肝炎病毒和黄曲霉毒素以外，环境中导致肝癌发生的第三个重要原因，可与乙肝病毒和黄曲霉毒素协同致癌[1]。

本文就微囊藻毒素引起肝脏损伤的研究进展综述如下。

1．肝脏损伤作用特点研究表明，微囊藻毒素主要通过侵蚀小肠粘膜上皮细胞和粘膜固有层而进入血浆中，然后转运到肝、肺和心脏，最后分布到全身。

机体是通过小肠和大肠的杯状细胞分泌粘液来排泄MC[2，3]。

同时放射性自显影研究表明，125I-MCLR在肝脏内定位于肝细胞核内。

最新研究发现有机阴离子转运多肽超家族（啮齿动物Oatps，人类OATPs）与调节转运藻毒素进入肝细胞以及通过血脑屏障有关，并且可能决定了藻毒素的器官特异性。

微囊藻提取物（MCE）可明显损伤肝脏细胞，影响肝脏细胞形态的完整性。

动物实验造成藻毒素急性中毒时，肝脏损伤表现为：广泛出血、坏死、肝脏肿胀、淤血、肝/体比重增加。

光镜下可见Diss间隙微绒毛消失，肝窦状血管破坏、血窦内皮损伤、细胞索破坏，细胞间隙增大。

电镜下，肝细胞超微结构发生改变，出现粗面内质网折叠、线粒体脊膜扩张、胞质空泡样变、浆膜反折，细胞内器重新分布，有时可见核崩解，肝细胞索压缩，细胞骨架破坏，肝细胞坏死融合成带，出现桥接样坏死[4]。

Batisda T等[5]发现MCLR对原代人类肝细胞也可造成类似影响，如肝细胞空泡样变、裂解、相互分离，细胞核浓缩。

Falconer等[6]用含MC的水喂饲小鼠1年后，小鼠肝细胞呈现渐进性的损伤和坏死，肝脏纤维化样变，淋巴细胞、中性粒细胞浸润，肝组织淀粉样变，表明MC可引起受试小鼠肝脏的慢性炎症。

微囊藻提取物可以明显地影响肝细胞的生理生化功能，引起细胞内酶学改变。

主要表现有乳酸脱氢酶（LDH）泄漏、γ-谷氨酰转移酶(GGT)和碱性磷酸合成酶（AKP）升高，肝脏中磷脂酸合成酶1（PP1）和磷脂酸合成酶2A（PP2A）受抑制[4, 7-8]。

微囊藻毒素不仅可以直接对成人个体造成伤害，而且可以透过胎盘屏障垂直传播，造成肝、肾等脏器损伤，可能在胚胎期就已形成肝癌高发基础。

张占英等[9]采用SD大鼠的整体动物模型，首次研究了MCLR对孕鼠和胎鼠的损伤效应。

结果表明MCLR可透过胎盘屏障，对胚胎组织产生毒性作用，严重损伤其肝、肾组织的形成和发育，且呈剂量反应趋势。

MCLR在胚胎期造成胎儿的肝脏损伤后，可能会使AFB1和HBV更容易侵犯肝脏，在胎儿时期就造成肝癌高发的基础。

藻毒素对DNA可造成损伤，进而影响肝脏功能，造成肝脏损伤。

埃姆斯实验(Ames test)表明不管是否添加S9，MCE都具有强烈的致突变性，并且彗星实验证明：MCE可诱导原代培养大鼠肝细胞产生DNA损伤。

另外，微核试验显示，MCE 可以增加骨髓中微核嗜多色性红细胞。

以上结果可以帮助我们更好的理解某些肝癌流行地藻毒素污染与高原发性肝癌发病率间的联系。

在人类肝脏HepG2细胞中，彗星实验还发现短暂的DNA链断裂，可能为肝细胞内损伤修复的结果。

随着DNA暴露于MC时间的延长，发生断裂的DNA数目相应增加，表明DNA损伤未被修复。

研究发现除浓度因素外，MCLR对肝脏的毒性作用呈现年龄依赖性[9]，进一步发现呈现明显时间依赖性的指标有：致死时间、肝脏脂质过氧化、谷胱甘肽的消耗和DNA分裂，并判断可能与吸收的MCLR及解毒能力下降有关。

另外，藻毒素作用与肝脏内的浓集和代谢平衡有关。

2．肝脏损伤作用机理目前认为，微囊藻毒素MC对人体的毒性作用主要是由于其能强烈抑制丝氨酸/苏氨酸蛋白磷酸酶PP1和PP2A活性，其中亚慢性接触尚具有促癌作用。

研究表明，藻毒素能与PP1、PP2A、PP3和PP6催化亚单位特异性结合，抑制其活性，使体内蛋白质过磷酸化，从而使细胞产生一系列形态结构和功能改变。

MC打破了细胞内蛋白磷酸化/脱磷酸化的平衡，解除了对细胞增殖作用的正常控制，并通过细胞信号系统进一步放大这种生化效应，促进了肿瘤细胞的增长。

Imanishi等[经研究发现PP1与其调节亚单位形成的复合物在其肝毒性作用中起决定作用，PP1与MC的肝毒性密切相关。

Mikhailov A等发现与MC抗体结合的三种蛋白加合物中，除PP1和PP2A外另一种为ATP合酶的β亚单位，提示此为MC的新作用靶点，并且在高浓度暴露于MC时，由该靶点诱导的损伤是主要的。

微囊藻毒素可引起肝细胞内活性氧类（ROS）如过氧化物、羟基增加，对细胞和组织形成氧化损伤，造成脂质过氧化和DNA损伤，从而导致肝细胞凋亡。

肝细胞培养体系中发现抗氧化剂，如西利马林、二硫赤藓糖醇、N－乙酰半胱氨酸，可显著减少用MC处理过的肝脏细胞释放乳酸脱氢酶、细胞裂解和细胞骨架的瓦解。

在ROS清除剂存在的前提下，将肝细胞暴露于MCLR可进一步证明ROS在MC造成的DNA损伤中的作用。

施玮等[7]推断微囊藻毒素引起的氧化损伤和肝细胞凋亡可能是其致肝脏毒性的原因，藻毒素引起肝脏的氧化应激可能是肝脏毒性的机制之一。

MCLR是一个相对化学惰性的环七肽，不具有直接的诱癌能力，低剂量的MCLR不能形成细胞结构的破坏；因此MCLR受体毒性的可能性值得考虑。

研究表明[10]：1)单位质量的器官MCLR的含量肾、肝、血液均明显高于其他器官中的含量，提示这些器官中的分布可能为特异性分布。

2)MCLR与肝脏匀浆中结合因子的结合符合受体特征：特异性、饱和性和竞争性，得出结论小鼠肝脏中存在MCLR受体，提示MCLR新的毒理途径。

间隙连接细胞间通讯(GJIC)是细胞增殖与分化的重要调节机制，GJIC 功能下调可以明显地促进细胞的增殖和诱导细胞转化，很多癌细胞缺乏细胞生长控制和终末分化能力都与GJIC 功能的缺乏或缺陷有关[11]。

研究发现[12]，MCLR可诱导BRL-3A细胞膜泡形成，说明其肝脏毒性及致癌性可能与抑制肝细胞GJIC功能有关。

微囊藻毒素可明显诱导细胞内游离钙离子浓度升高，王红兵等[13]在比较微囊藻毒素与致癌剂佛波酯、苯巴比妥钠对细胞间隙通讯的影响后，他们认为细胞间隙通讯系统可能是微囊藻毒素致癌的作用位点。

微囊藻毒素在较高剂量发生作用时，染毒组大鼠肝脏组织病理学改变特点是实质细胞的破坏和幼稚型细胞增生。

随着染毒剂量增高，细胞凋亡和增殖均趋于活跃，但诱导凋亡可能是该剂量下微囊藻毒素肝脏毒性的发生机制，而细胞增殖可能是继发反应。

这一实验结果与原代培养的大鼠肝细胞染毒MC后的变化相一致[14]，说明微囊藻毒素具有一定的促进细胞增殖作用，可能是其与肝癌间相互关系的一种机制，并且已经通过建立动物模型研究发现微囊藻毒素对实验性大鼠肝癌的发生具有促进作用[15]。

国内的赵金明等[16]发现藻毒素单独作用不能激活GSTPi基因的表达，但能促进已启动的GSTPi基因表达增加，也提示藻毒素对实验性大鼠肝癌的发生具有促进作用。

3．展望随着我国环境和水体污染的加重，各地湖泊池塘有害藻类水华频频发生，进而产生蓝藻毒素，现已成为普遍关注的环境、健康问题。

目前对MC作用机制的研究主要集中在肝脏受体、毒素的转运原理、毒素作用的分子机理，尤其是在促肿瘤的分子机制等方面。

其中在氧化应激损伤过程中，我们可以关注微囊藻毒素的转运和代谢过程，研究能阻断MC转运代谢的物质如溴磺肽钠（BSP）和牛磺胆酸盐；也可进一步研究ROS与微囊藻毒素毒性作用的关系、ROS化学抑制剂或保护剂对于其损伤的抵抗或者修复作用。

相信随着研究的进一步发展，我们对藻毒素肝脏损伤的了解将会日益深入，有助于我们对其伤害进行预防和治疗。

参考文献[1]俞顺章.原发性肝癌流行病学研究进展[J].实用肿瘤杂志,1998,13: 130-133.[2] Ito E, Kondo F, Harada K. Intratracheal administration of microcystin-LR, andits distribution[J]. Toxicon, 2001, 39(2-3):265-271.[3]张占英,俞顺章,卫国荣等.微囊藻毒素LR在动物体内整体水平及细胞水平的分布[J]. 卫生毒理学杂志,2002,16(1):5-8.[4]Yoshida T, Makita Y, Tsutsumi T, et al. Immunohistochemical localization of microcystin-LR in the liver of mice: a study on the pathogenesis of microcystin-LR-induced hepatotoxicity[J]. Toxicol Pathol, 1998, 26 (3):411-418.[5]Batista T, de Sousa G, Suput JS, et al. Microcystin-LR causes the collapse ofactin filaments in primary human hepatocytes[J]. Aquat Toxicol, 2003, 65(1):85-91.[6] Falconer IR, Smith JV, Jackson AR, et al. Oral toxicity of a bloom of the cynobacterium microcystis aeruginosa administion to mice over periods up to 1 year[J]. Toxicol Environ Health, 1998, 24(3):291-305.[7] 施玮,朱惠刚,晏晓蓉,等. 低剂量微囊藻毒素亚急性肝毒性及其机理[J].环境科学,2002,23(5): 47-51.[8]Rao PV, Gupta N, Jayaraj R, et al. Age-dependent effects on biochemicalvariables and toxicity induced by cyclic peptide toxin microcystin-LR in mice[J]. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol, 2005, 140(1):11-19.[9]张占英,连民,刘颖,等. 微囊藻毒素LR对胎鼠的致畸和损伤作用[J]. 中华医学杂志,2002,82(5):345-347.[10]周晓明,张占英,俞顺章. 藻类毒素MCLR通过受体途径致发肿瘤[J].中国公共卫生,2000,16(12):1111-1112.[11]Yamasaki H, Krutovskikh V, Mesnil M, et al. Role of connexin(gap junction) genes in cell growth control and carcinogenesis [J].C R Acad Sci III, 1999,322(2-3): 151-9.[12] 毛国根,徐立红,叶少菁.微囊藻毒素-LR致肝细胞连接通讯下调的研究[J].中国环境科,2003,23(1)：34~37.[13]王红兵,刘世杰.微囊藻毒素、佛波酯和苯巴比妥钠对细胞间隙通讯和细胞内Ｃａ2+浓度的影响[J].北京大学学报(医学版),1998,30(6):121—125.[14]施玮,朱惠刚,晏晓蓉,等.微囊藻毒素MC-LR对肝细胞毒性机理研究[J].中国公共卫生,2002,18(2):139～140.[15] Ito N, Imaida K, Asamoto M, et al. Early detection of carcinogenic substances and modifiers in rat [J]. Mutat Res, 2000, 462(2-3): 209-17.[16]赵金明,蒋颂辉,朱惠刚.藻毒素对实验性大鼠肝癌的促进作用[J].中国公共卫生,2003,19(6):694-696.。