一、保定技术
保定的定义，是指使用手或以器械对动物个体之活动作部分或完全之限制，以便进行检查、
采样、投药、治疗或进行实验操作等之手段而言。保定无疑是进行所有动物实验前的基本步
骤，但在进行实验的过程中也需避免使动物产生不必要的伤害，以下为进行实验动物保定时
之重要须知：
(一) 不可将保定装置视为正常之饲养方式。
(二) 不可仅仅为处理或控制上图方便，而恣意使用保定装置。
(三) 在可完成实验目的为前提下，需尽量缩短保定之时间。
(四) 在进行保定之前，应训练动物去适应保定设备与进行保定的人员，保定人员也应预先熟
练保定相关之技术。
(五) 保定期间若动物有受伤或不适之情形时，则应将动物暂时性或永久性移离保定装置，并
进行必要之治疗。
二、大鼠的保定
体型较小、未达120 g的大鼠，可以采用类似保定小鼠的方式。体型较大的大鼠，则应双手
保定，由一人执行保定，一人双手采样或投药。也可以采用保定架保定。抓取大鼠时穿戴橡
胶手套，可以避免因直接接触大鼠所引起的过敏。尽量避免从大鼠的前方来接触他们，可避
免受大鼠咬伤。
1.抓取大鼠时可以握住大鼠尾根部，以此对大鼠进行简单的搬运或移动。不可抓取大鼠尾巴
末端，抓取末端可能会造成大鼠尾巴的脱落。如将大鼠尾巴提起后大鼠剧烈摇晃反抗，不可
突然将抓着尾巴的手放开，大鼠可能会因此而摔伤。
2.由大鼠后方慢慢接近，单手轻握住其胸部，再将其提起，另一手可再抓住其尾根部、两只
后脚或下腹部。抓起后如大鼠剧烈挣扎，可轻微摇晃，大鼠的挣扎会稍微和缓。抓取时避免
将手指至于大鼠嘴巴可及之处，可避免被大鼠咬伤。
3.大鼠保定架

三、大鼠的采血
采血对非专职实验动物从业人员而言，是一门难度颇高的技术。采血的技术只能靠熟能生巧
与细心的摸索正确的手感来精进。采血会造成实验动物较严重的紧迫，因此建议给予适当的
麻醉或镇静，可以有助于采血过程的顺畅。成年大鼠的总血量是20至40 ml，单次采血的
建议量为2至3 ml，放血可得之总血量是8至12 ml。少量采血时可以使用眼角采血、隐静
脉采血、颈静脉采血及尾巴采血，大量采血则采用心脏采血与斩首采血。心脏采血之困难度
较高，且需牺牲动物。除非将动物牺牲，否则所有的采血法皆需确认动物的伤口以完全止血
不在出血后，才可将动物放回PC笼内。
(一)尾部采血：
动物如不麻醉则需以保定器保定。将尾巴置于40℃温水中或以加热灯照射5至10分钟，使
尾巴血管扩张。以23或21G的针头由尾巴左右两侧之尾静脉或腹侧的尾动脉抽血，或仅以
21G的蝴蝶针头插入尾动脉中，确认有血液流出后再以离心管承接。
(二)隐静脉（Saphenous vein）采血:
将动物徒手保定或者将动物塞进适当直径与长度的透明塑料管，藉由固定且紧绷大鼠大腿与
尾巴之间的皮肤来伸直其大腿，剔除大腿外侧之皮毛，即可在踝关节的上下端见到隐静脉，
将剃毛部位以酒精消毒，以23 G的针头刺开隐静脉，以毛细管收集流出之血液，采得足够
之血量后将动物的后脚弯曲以减少开创部位的血流量，再将毛细管内的血液送入微量离心
管，最后再以灭菌棉花直接加压开创部位止血。经过24小时候相同部位可以继续采血。
(三)颈静脉（Jugular vein）采血：
熟练的操作者可以在大鼠清醒时由颈静脉简单的采得血液，动物所受到的紧迫相较于眼角采
血或尾静脉采血，会比较低，但建议初学者先将动物镇静或麻醉后再进行采血。将大鼠保定
后保持腹部朝上、头部朝向采血者，将大鼠的头部保持笔直并将右侧颈部的毛发剔除，沿着
下颚平行于正中线以21 G的针头以极低角度下针，以脖子与肩膀形成的夹角为下针点缓慢
推进，待有血液流入针筒后，再缓慢回抽。抽血完成后通常不会造成出血或血肿。
(四)眼角采血
可麻醉或徒手保定。采血时以巴士德吸管由眼窝前端边旋转边向、向后插入眼窝内静脉丛，
待巴士德吸管可见出血时，倾斜巴士德吸管，使血液流入巴士德吸管中。采血时间尽量缩短
以避免凝血，采血后需注意止血。采血过程不可过于粗暴而伤及眼球或哈氏腺。
(六)心脏采血：
动物需经安乐死或麻醉后才可进行心脏采血，采血结束也需将动物安乐死。将动物仰卧置于
台面，下针的位置位于剑状软骨突下方，约与腹部呈15至30度角向胸腔缓缓推入，一发现
有血液流入针筒，即固定针头开始缓慢抽血。或直接由胸腔下针，由胸腔后端1/3处，自胸
骨左侧缘垂直经刺入肋骨间而达心脏。
(五)斩首采血法：
此法取得之血液因可能会受动物的其它体液污染。将大鼠摇晃或麻醉使其无法动弹，再以强
力的剪刀或断头器将动物斩首后迅速以容器装盛。
四、胃管灌注
胃管灌注能使药剂经胃管直接投入胃中，进行胃管灌注时不可使用一般的针头，需使用经处
理过的球型针头，可避免对动物造成伤害。插入之前需先测量动物由口腔至胃的距离选用适
当长度的胃管，以避免插入胃管时插入过深造成动物胃的伤害，或是插入过浅使灌注物无法
达到胃部。以注射针筒吸取药物，再保定动物，将胃管球型头置入动物口腔中，经喉背滑入
食道到达胃内部，如果在插入过程遇到阻碍，需立即拔出，重新再插入，胃管插入胃后，迅
即注射，注射完立刻拔出胃管。胃管灌注建议的灌注量为20 ml/kg，0.25公斤以上的大鼠仅
能灌注5 ml。
五、注射
大鼠注射建议使用大于23 G的针头，且尽量使用较短的注射针。
(一)肌肉注射：
事先以注射针筒吸取欲注射的剂量。一人保定动物，另一人执行注射。一般注射部位为大腿
后侧肌肉。以酒精消毒注射部位后，以注射针头插入，试着回抽针筒，如有血液或液体回流，
表示不适当，需重新插入。确定针头插入肌肉后，慢慢将药剂推入，推入的速度应避免太快，
以防组织损伤。肌肉注射的建议注射量为1.0 ml/kg，0.5公斤以上的大鼠仅能注射5 ml。
(二)皮下注射：
事先以注射针筒吸取欲注射的剂量。保定动物，注射部位颈部上方皮肤需以酒精消毒。以拇
指与食指将颈部上方皮肤拧起，以针头插入皮肤拧起后产生之凹陷处，试着回抽针筒，如有
血液或液体回流，表示不适当，需重新插入。确定插入正确位置后，缓缓将药剂推入。皮下
注射建议的注射量为20 ml/kg，可分成2至3处区域注射。
(三)腹腔内注射：
事先以注射针筒吸取欲注射的剂量。保定动物，头部朝下腹部朝上，注射针头以30度角插
入腹中线右侧。试着回抽针筒，如有血液或液体回流，表示不适当，需重新插入。
缓缓将药剂推入。腹腔内注射建议的注射量为20 ml/kg。0.25公斤以上的大鼠仅能注射5 ml。
(四)静脉注射：
大鼠一般静脉注射区域为尾根部左右侧之静脉。以保定架保定大鼠，将尾巴置于40℃温水
中或以加热灯照射5至10分钟，使尾巴血管扩张。一手拉直尾巴，以酒精消毒后，由近尾
根10至15 mm处，针头与尾巴呈20至30度角下针，下针时针尖斜面朝上，针尖进入静脉
时会有一瞬间通畅的感觉，若仅插入皮下则会持续感到针尖受阻。建议的静脉注射量为10
ml/kg。0.25公斤以上的大鼠仅能注射2.5 ml。 六、粪便与尿液的收集
(一)代谢笼：以代谢笼单独饲养动物，代谢笼可以定量动物每日摄食之食物与饮水量，又因
其能将粪尿分离，所以也能定量每日动物之排份与排尿量。
(二)直接采集：小型囓齿类动物通常在有人接触时，就会因惊吓而排便或分泌尿液，故可在
保定时，同时采集尿液与粪便。
(三)导尿管：雄性之天竺鼠或兔子可以使用外径0.5 mm的导尿管收集尿液，但除非非常了
解这些动物的泌尿生殖解剖构造，否则很难应用于同种之雌性动物。

按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量换算
表 动物与人体的每公斤体重剂量折算系数表

折算系数W
A 组 动 物 或 成 人
小鼠 0.02kg 大鼠 0.2kg 豚鼠 0.4kg 兔 1.5kg 猫 2kg 犬 12kg 成人

60kg
B
种
动
物
或
成

小鼠20g 1.0 1.6 1.6 2.7 3.2 4.8 9.01
大鼠0.2kg 0.7 1.0 1.14 1.88 2.3 3.6 6.25
豚鼠0.4kg 0.61 0.87 1.0 1.65 2.05 3.0 5.55
兔1.5kg 0.37 0.52 0.6 1.0 1.23 1.76 2.30
猫2.0kg 0.30 0.42 0.48 0.81 1.0 1.44 2.70
犬12kg 0.21 0.28 0.34 0.56 .068 1.0 1.88
人 成人60kg 0.11 0.16 0.18 0.304 0.371 0.531 1.0
已知A种动物每kg体重用药量，欲估算B种动物每kg体重用药剂量时，可先查第422页表3，找出
折算系数（W），再按下式计算：

B种动物的剂量(mg/kg)=W×A种动物的剂量(mg/kg)
例如，已知某药对小鼠的最大耐受量为20mg/kg（20g小鼠用0.4mg），需折算为家兔量。查A种动物
为小鼠，B种动物为兔，交叉点为折算系数W=0.37，故家兔用药量为0.37×20mg/kg=7.4mg/kg，1.5kg家兔
用药量为11.1mg。

SD大鼠（9周龄）各脏器重量
序号 组织 雄性重量（g） 雌性重量（g）
1 心 1.19 1.02
2 肝 12.78 7.49
3 脾 0.67 0.58
4 肺 1.92 1.29
5 肾 3.44