Lipo2000 瞬时转染细胞步骤
Stealth™ RNAi or siRNA Transfection
以24孔板为例，其余规格的转染见表1
1 中板，细胞密度为30-50%适宜。

注意：根据转染后细胞检测时间长短决定细胞中板密度，如果转染后需要长时间后检测，则细胞中板密度适当降低，已避免细胞过度生长导致存活降低。

2 第二天（24-36小时后）每个孔转染方式如下：
A 将20pmol siRNA溶于50ul Opti-mem无血清培养基中。

B 将1ul lipo2000溶于50ul Opti-mem无血清培养基中，混匀室温放置5min。

C 将A B两管混合，放置20min。

3 转染期间，将24孔板培养基换成无血清培养基，每孔400ul。

将C管mix加入24孔板对应孔中，4-6小时候换成有血清培养基。

Plasmid DNA Transfection
DNA(ug):lipo 2000(ul)=1:2-3
转染时细胞密度越高，转染效率，表达效率也越高，并且可以降低细胞毒性。

1 中板。

贴壁细胞：0.5-2X105 cells/well，第二天待细胞密度达到70-80%时转染
悬浮细胞：4-8X105 cells/well，中板后随即转染。

2 转染。

A 将0.8ug DNA溶于50ul Opti-mem无血清培养基中。

B 将2ul lipo2000溶于50ul Opti-mem无血清培养基中，混匀室温放置5min。

C 将A B两管混合，放置20min。

转染期间，将24孔板培养基换成无血清培养基，每孔400ul。

将C管mix加入24孔板对应孔中，4-6小时候换成有血清培养基。

Table 1. Culture Shared reagents DNA transfection RNAi transfection
中板密度* Culture
vessel Surf.
area per
well
Vol. of
plating
medium
Vol. of
dilution
medium
DNA Lipofec
tamine
™2000
RNA Lipofec
tamine
™2000
1000-10000
cell/well
96-well 0.3cm2 100ul 2X25ul 0.2ug 0.5ul 5pmol 0.25ul
0.5-2X105
cell/well
24-well 2cm2 500ul 2X50ul 0.8ug 2.0ul 20pmol 1.0ul
1-3X105
cell/well
12-well 4cm2 1ml 2X100ul 1.6ug 4.0ul 40pmol 2.0ul
2-3X105 cell/well 6-well
(35mm)
10cm2 2ml 2X250ul 4.0ug** 10ul 100pmol 5ul
8-10X105
cell/dish
60mm 20cm2 4ml 2X0.5ml 8.0ug*** 20ul 200pmol 10ul
2-3X106
cell/dish
10cm 60cm2 15ml 2X1.5ml 24ug 60ul 600pmol 30ul
*：中板密度根据不同细胞不同实验有所不同，这里仅提的数据仅供参考
**：6孔板细胞质粒转染量1-2ug足以。

***：6cm dish细胞质粒转染量4-6ug足以。

Opti-MEM® I 减血清培养基是EMEM 的改良型,其中使用了HEPES 和碳酸氢钠进行缓
冲,并添加次黄嘌呤、胸苷、丙酮酸钠、L-谷氨酰胺、痕量元素和生长因子.常用其作为无
血清培养基与质粒和lip2000分别混合。

常用的报告基因包括氯霉素乙酰转移酶（CA T），绿色荧光蛋白（GFP），荧光素酶（Lux或
Luc）[细胞中本身不表达]以及b- 半乳糖苷酶（b-gal）[在细胞中有内源表达，需设计空白
对照]。

当报告基因与目的基因共转时，作为内参，评估目的基因的转染效率，并作
为分选标志。

像293T细胞，因为半贴壁，换液容易导致细胞飘起来，所以中间不换液。

转染步骤及经验（精华）
一、基础理论
转染是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。

分类：物理介导方法：电穿孔法、显微注射和基因枪；
化学介导方法：如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法：有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。

理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。

病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。

三、转染注意事项
1. 血清 A. DNA-阳离子脂质体复合物形成时不能含血清，因为血清会影响复合物的形成。

B．一般细胞对无血清培养可以耐受几个小时没问题，转染用的培养液可以含血清也可以不加，但血清一度曾被认为会降低转染效率，转染培养基中加入血清需要对条件进行优化。

C. 对于对血清缺乏比较敏感的细胞，可以使用一种营养丰富的无血清培养基OPTI-MEMⅠ培养基，或者在转染培养基中使用血清。

对血清缺乏比较敏感的贴壁细胞，建议使用LIPOFECTAMINE 2000。

无血清培养基OPTI-MEM(GIBICO)很好用，有条件的话，就用它代替PBS洗细胞两遍，注意洗的时候要轻，靠边缘缓缓加入液体，然后不要吹吸细胞，而是转动培养板让液体滚动在细胞表面。

如果洗的太厉害，细胞又损失一部分，加了脂质体后，细胞受影响就更大了，死亡细胞会增多。

2.抗生素（PS）抗生素，比如青霉素和链霉素，是影响转染的培养基添加物。

这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。

这降低了细胞的活性，导致转染效率低。

所以，在转染培养基中不能使用抗生素，甚至在准备转染前进行细胞铺板时也要避免使用抗生素。

这样，在转染前也不必润洗细胞。

对于稳定转染，不要在选择性培养基中使用青霉素和链霉素，因为这些抗生素是GENETICIN选择性抗生素的竞争性抑制剂。

另外，为了保证无血清培养基中细胞的健康生长，使用比含血清培养基更少的抗生素量。

3.细胞状态这点非常重要，不要急于求成，一定要让细胞处于最佳的生长状态再做。

有文献说传代不要超过17代。

细胞复苏后的3代左右时细胞状态最好，不要用传了很多代的细胞去做，细胞的形态都会发生变化。

大多数已建立的细胞系都是非整倍体，原代培养包括了表达不同基因组合的细胞的混合物。

细胞培养在实验室中保存数月和数年后会经历突变，总染色体重组或基因调控变化等而演化。

这会导致和转染相关的细胞行为的变化。

如果随时间发现这种变化，融化一管新鲜的细胞可能会恢复原先的转染活性。

因此，如果观察到转染效率降低，可以试着转染新鲜培养的细胞以恢复最佳结果。

或者，几种来源于经筛选，转染效率较高细胞亚系的细胞系现在有售。

4.细胞铺板密度用于转染的最佳细胞密度根据不同的细胞类型或应用而异。

因转染试剂对细胞有毒害作用，细胞太少，容易死。

一般转染时，贴壁细胞密度为70%-90%，悬浮细胞密度为2-4×106细胞/ml，确保转染时细胞没有长满或处于静止期。

因为转染效率对细胞密度很敏感，所以在不同实验间保持一个基本的传代步骤很重要。

铺板细胞数目的增加可以增加转染活性和细胞产量。

5.DNA量高质量的DNA对于进行高效的转染至关重要。

转染的质粒一定纯度好、浓度高、。