当前位置:文档之家› 植物抗逆基因研究进展_杨柳

植物抗逆基因研究进展_杨柳

植物抗逆基因研究进展杨 柳1,2,张振乾1,2,宋继金3,谭太龙1,2,官春云1,2,刘忠松1,2(1湖南农业大学农学院,长沙410128;2国家油料改良中心湖南分中心,长沙410128;3芷江县农业局粮油站,湖南芷江419100)

摘 要:干旱、高温、低温、高盐等极端条件对植物生长造成严重的危害,对农业生产造成相当大的影响。为了减轻其不利影响,目前采用分子生物学的方法,在基因组成、表达调控及信号转导等分子水平上认识植物抗逆机理,通过基因工程手段导入抗逆相关基因,改良作物的胁迫抗性。综述了植物抗逆相关基因的克隆、功能验证以及应用等方面的进展。关键词:植物;抗逆性;基因工程中图分类号:Q789 文献标识码:A 文章编号:1001-5280(2010)02-0126-04

干旱、盐碱、金属离子和低温等逆境条件严重抑制植物生长发育,会引起植物植株生理生化、形态等方面的变化,甚至死亡。因此,开展抗逆研究、提高作物抗逆能力,能够使作物增产稳产。随着分子生物学的发展,借助分子生物学手段,从基因组成、表达调控及信号转导等方面进行深入研究,揭示抗逆的分子机理,并导入相关基因改良作物的胁迫抗性,近年来取得较大进展,在农作物抗逆育种上展示出了广阔的应用前景。1 抗旱当植物耗水大于吸水时,会使组织内水分亏缺,过度水分亏缺的现象称为干旱。旱害则是指土壤水分缺乏或大气相对湿度过低对植物的危害。干旱对植物生产的不利影响主要有:(1)降低细胞含水量,破坏细胞膜系统;(2)增加透性,降低光合作用;(3)使植物的物质代谢紊乱,生长发育迟缓、死亡。干旱胁迫可激活相关基因,如LEA蛋白、抗氧化酶和水孔蛋白等的转录,并导致编码蛋白的积累。植物抵抗旱害的能力称为抗旱性。1.1 晚期胚胎发生富集蛋白(LEA蛋白)LEA蛋白在植物胚胎发育后期的种子中大量积累,低温、重金属、高盐,特别是干旱等逆境刺激均能诱导其转录和累积。LEA蛋白在逆境中有脱水保护、渗透调节和清除自由基活性等作用[1,2]。LEA蛋白有LEA1~LEA66类,其中LEA1~LEA3与植物抗逆 收稿日期:2010-04-24作者简介:杨 柳(1982-),女,湖南岳阳人,硕士,从事油菜育种研究。通讯作者:刘忠松。基金项目:国家科技支撑计划项目(2009BADA8B01)。性相关。Cheng等[1]利用基因枪法转化水稻成熟胚愈伤组织,获得转基因水稻株系,分析表明LEA2有较强的抗脱水作用。Straub等[3]研究发现,大麦HVA1(LEA3同源蛋白)与种子的干旱脱水有关,且干旱、极端温度及盐胁迫均可诱导其迅速在幼苗中表达。Xu等[4]研究转HVA1基因水稻发现,T2代对快速水分胁迫和高盐的耐受性较强,且与HVA1蛋白积累水平呈正相关,说明HVA1蛋白可防止干旱胁迫对细胞膜的损伤[5],有潜在的抗旱作用[6,7]。

1.2 水分通道蛋白(Aquaporin)水孔蛋白存在于所有器官组织中,可分为4类[8],同一器官可表达多种不同类型的水孔蛋白[9]。水孔蛋

白表达具有组织特异性,并受发育阶段和环境因素的调节。野生马铃薯水孔蛋白ScPIP2a基因mRNA与果实成熟中细胞的扩张作用相一致[10],冰草MIP2A可能控制水分从木质部薄壁细胞流向木质部导管腔[11]。

向日葵液泡水孔蛋白SunTIP7转录物在干旱胁迫下积累,表明其与干旱有关[12]。Kaldenhoff等[13]利用反义基因技术抑制拟南芥质膜PIP1b的表达,PIP1a的表达也被抑制,原生质体透性降低为对照的1/3,而根量增加5倍,说明根量的增加弥补了水孔蛋白数量的不足和导水率的降低。PIP2在拟南芥根皮层中大量表达导致根皮层水导度、渗透作用及伤流降低[14]。

1.3 Rubisco活化酶Rubisco活化酶表达量的增加也可增强植物的抗旱性能[15]。干旱情况下,植物体内的ATP含量降低,

Rubisco活化酶活性也随之降低,为减小干旱造成的不利影响,Rubisco活化酶的表达增强[16]。

126CROPRESEARCH 2010,24(1)2 抗高温由高温引起植物伤害的现象称为热害,而植物对高温胁迫的适应则称为抗热性。植物受高温伤害后会出现各种症状:树干(特别是向阳部分)干燥、裂开;叶片出现死斑,叶色变褐、变黄;鲜果(如葡萄、番茄等)灼伤,后来受伤处与健康处之间形成木栓,有时甚至整个果实死亡;高温胁迫对植物生殖的危害尤甚,花粉发育对高夜温十分敏感,开花前7~9d是对高夜温十分敏感的发育时期,导致雄性不育、花序或子房脱落等异常现象。不同植物能够忍耐的极限高温差异很大。甘蓝型油菜、玉米、西葫芦植株49~51℃10min致死,马铃薯叶42.5℃1h致死,苜蓿种子120℃30min致死,红松花粉70℃1h致死。番茄开花、结果受高温影响最严重,高于26℃昼温/20℃夜温结果等受到影响,高于35℃昼温/26℃夜温严重受影响。在高温环境中,植物体容易产生热激反应,从而诱导热激蛋白的产生。1984年Lin[17]等将HSP基因转入大豆获得了具有耐热性的大豆植株,此后又相继从番茄、拟南芥中分离出了HSP基因[18],并且通过研究证明HSP的过量表达确实能提高植物的耐热性[19]。3 抗寒零度以上低温对植物的危害叫做冷害或寒害。当气温低于10℃时,就会出现冷害,最常见的症状是变色、坏死和表面斑点等,木本植物上则出现芽枯、顶枯。植物开花期遇到较长时间的低温,也会影响结实。冻害是0℃以下的低温所致。植物受冻害时,细胞失去膨压,组织柔软,叶色变褐,最终干枯死亡。严格地说,冻害就是冰晶的伤害。不同植物耐冷性有显著差异,热带、亚热带来源作物如玉米、番茄、豆类和一些温带果树在0℃就会被杀死,这类作物组织中不能结冰,对冷害(0~20℃)敏感。另一些植物如冬一年生、二年生植物可忍受-40℃低温,还有一些植物如温带的一些树木能在-196℃下存活。近年来,低温冻害情况时有发生,严重影响植物的生长及产量。最近有关抗寒基因研究取得了许多进展。3.1 脱水蛋白基因脱水蛋白具有与水分子结合的能力,其结合在冰晶表面,可有效防止冰晶格生长[20],脱水蛋白的K片段在冻融过程中与酶分子结合,具有防冻作用[21]。蜜桔CuCOR19是一种脱水蛋白,具有清除羟基和过氧化物自由基活性的功能[22],用其转化烟草研究发现,可有效提高抗冻能力。3.2 脂肪酸去饱和酶基因植物脂肪酸不饱和程度和冷敏感性密切相关,有些酶可催化饱和脂肪酸中顺式双键的形成,把相变温度降至接近0℃,减轻冻害的不利影响[23],将这些相关基因转入植物中,可显著提高植物的抗寒能力。3.3 超氧化物歧化酶基因低温环境下,植物膜结构受到破坏,从而影响其生长,超氧化物歧化酶(SOD)可维护膜系统稳定性,增强植物在低温下的生长能力。Breusegem[24]利用质体转化技术获得了转基因抗寒玉米。3.4 植物抗冻蛋白(AFP)基因AFP是植物对低温的一种适应机制[25],广泛存在于植物中。将AFP基因从植物中分离,并导入到抗寒性弱或不抗寒植物中,提高这些植物的抗寒性,减轻低温胁迫,是植物抗寒转基因研究的重点。

4 耐盐土壤中可溶性盐过多对植物的不利影响叫盐害。盐分过多使土壤水势下降,严重地阻碍植物生长发育,是造成盐碱地区限制作物收成的重要因素。盐分胁迫对植物的伤害,主要通过盐离子的直接作用即离子胁迫和间接的脱水作用2种途径。由于盐胁迫下,植物吸收不到足够的水分和矿质营养,造成营养不良,致使叶绿素含量低,影响光合作用。由于光合作用没有得到足够的营养和能量,因此,植物必须加强呼吸作用,以维持正常的生理功能,从而消耗大量积累的有机物质,使植物的营养物质处于负增长,最终导致植物生长受抑制,甚至死亡。盐胁迫直接影响细胞的膜脂和膜蛋白,使脂膜透性增大和膜脂过氧化,从而影响膜的正常生理功能。植物在盐胁迫下生长受害有2个阶段。第一阶段快速的渗透调节,使伸长生长(extensiongrowth)减少,植株暗绿色。第二阶段,慢速的形成离子毒性,植株生长受到严重抑制。植物对盐分过多的适应能力称为耐盐性。植物耐盐性主要是生理耐盐,相关的机制有离子区隔化、渗透调节、激素调节、光合途径的改变等。4.1 脯氨酸合成相关基因脯氨酸合成途径有谷氨酸途径以及鸟氨酸途径两种。在盐胁迫下,植物体内脯氨酸含量迅速增加。脯氨酸合成主要包括两种酶:吡咯啉-5-羧酸合成酶(P5CS)和吡咯啉-5-羧酸还原酶(P5CR),这两种酶的基因已从不同植物中得到分离和克隆。对拟南芥幼苗进行盐胁迫处理,植株中P5CR基因和P5CS基因转

1272010年第24卷第1期 作物研究 录水平都迅速提高[26]。Kishor[27]等将从乌头叶豇豆中克隆的P5CS基因转入烟草中,发现转基因植株中脯氨酸含量比对照高出数倍,耐盐性也明显提高。4.2 甜菜碱合成相关基因甜菜碱可以有效提高植物的耐盐性,其合成的前体为乙酰胆碱。在植物体内甜菜碱由乙酰胆碱经过胆碱单加氧酶(CMO)、甜菜碱醛脱氢酶(BADH)两步催化而成。BADH基因是目前抗盐基因工程中研究较多的一个基因。梁峥等[28]将菠菜中的BADH基因转入烟草中,得到的转基因植株耐盐性明显提高。4.3 SOS信号传导途径盐胁迫下,细胞内的离子平衡的调节对于植物的耐盐性十分重要。Arizona大学的朱健康研究室通过对获得的拟南芥突变体研究,定义了5个耐盐基因:SOS1,SOS2,SOS3,SOS4,SOS5,其中SOS1,SOS2,SOS3三个基因参与介导了细胞内离子平衡的信号传导途径[29]。目前,已从拟南芥中克隆了Na+/PH+逆向转运蛋白基因AtNHX1,赵宇玮等将其转入草木樨状黄芪,得到的转基因植株耐盐性明显高于野生型植株[30]。

5 展 望干旱、高温、低温、盐胁迫等逆境条件严重影响植物生长,危及植物生存。目前,不少植物抗逆相关基因已被克隆,其分子机制也逐步被揭示。但总的来说,人们对植物抗逆的了解还十分有限,难以从根本上解决逆境对植物造成的危害,而且植物在自然环境中往往同时受到多种环境因素的胁迫,植物同时耐多种胁迫机制更加复杂,可能存在交叉、互作。因此,如何完善植物特异的和交叉共有的信号传导途径研究,更好地揭示植物的抗逆分子机制,为植物的遗传改良提供更多的有利基因和鉴定技术,是今后植物抗逆基因研究的关键。

参考文献:[1] ChengZ,TargolliJ,HuangX,etal.WheatLEAgenes,PMA80andPMA1959,enhancedehydrationtoleranceoftransgenicrice(OryzasativaL.)[J].MolBreed,2002,10:71-82.[2] GoyalK,WaltonJ,TunnacliffeA.LEAproteinspreventproteinaggregationduetowaterstress[J].BiochemJ,2005,388:151-157.[3] StraubF,ShenX,HoD.StructureandpromoteranalysisofanABA-andstress-regulatedbarleygene,HVA1[J].PlantMolBiol,1994,26(2):617-630.[4] XuP,DuanL,WangY,etal.Expressionofalateembryogenesisabundantproteingenehva1,frombarleyconferstolerancetowaterdeficitandsaltstressintransgenicrice[J].PlantPhysiol,1996,110(1):249-257.[5] BabuC,ZhangJ,BlumA,etal.HVA1,aLEAgenefrombarleyconfersdehydrationtoleranceintransgenicrice(OryzasativaL.)viacellmembraneprotection[J].PlantSci,2004,166:855-862.[6] SivamaniE,BahieldinA,WraithM,etal.ImprovedbiomassproductivityandwateruseefficiencyunderwaterdeficitconditionsintransgenicwheatconstitutivelyexpressingthebarleyHVA1gene[J].PlantSci,2000,155:1-9.[7] BahieldinA,MahfouzT,EissaF,etal.FieldevaluationoftransgenicwheatplantsstablyexpressingtheHVA1genefordroughttolerance[J].PhysiolPlant,2005,123:421-427.[8] ChaumontF,MoshelionM,DanielsJ.Regulationofplantaquaporinactivity[J].BiolCell,2005,97:749-764.[9] SchuurmansJ,vanDongenT,RutjensW,etal.MembersoftheaquaporinfamilyinthedevelopingpeaseedcoatincluderepresentativesofthePIP,TIP,andNIPsubfamilies[J].PlantMolBiol,2003,53:633-645.[10] ObrienM,BertrandC,MattonP.Characterizationofafertilization-inducedanddevelopmentallyregulatedplasma-membraneaquaporinexpressedinreproductivetissues,inthewildpotatoSolanumchacoenseBitt[J].Planta,2002,215:485-493.[11] Vera-EstrellaR,BarklaJ,BohnertJ,etal.Novelregulationofaquaporinsduringosmoticstress[J].PlantPhysiol,2004,135:2318-2329.[12] SardaX,TouschD,FerrareK,etal.TwoTIP-likegenesencodingaquaporinsareexpressedinsunflowerguardcells[J].PlantJ,1997,12:1103-1111.[13] KaldenhoffR,GroteK,ZhuJJ,etal.SignificanceofplasmalemmaaquaporinsforwatertransportinArabidopsisthaliana[J].PlantJ,1998,14:121-128.[14] JavotH,LauvergeatV,SantoniV,etal.Roleofasingleaquaporinisoforminrootwateruptake[J].PlantCell,2003,15:509-522.[15] AliGM,KomastuS.Proteomicanalysisofriceleafsheathduringdroughtstress[J].ProteomeRes,2006,5:396-403.[16] ParkerR,FlowersJ,MooreL,etal.Anaccurateandreproduciblemethodforproteomeprofilingoftheeffectsofsaltstressinthericeleaflamina[J].ExpBot,2006,57:1109-1118.

相关主题