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实验1 药理实验基本操作
一、 试验报告的撰写
实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结
论、注意事项。
二、 药理学实验设计的三大原则
重复、随机、对照。
三、 注射器的使用方法
试验目的：掌握注射器的使用方法
试验材料：
器材：注射器 1 ml、2 ml、5 ml；针头：4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉
注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子用
16号针头。
药品：生理盐水
试验方法：
1、 安装针头：选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管
刻度面一致。
2、 吸取药液：将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。
3、 排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，
并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液
为止。若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然
后一并排出（注意：避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。
4、 持注射器：
（1） 用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。食指
固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。
（2） 用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。无名
指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。
注意事项：
1、 选择适宜的注射器及针头；
2、 按接针头时须旋转90度；
3、 针头斜面与针管刻度面一致；
4、 排尽气泡；
5、 注射器针头按接处需用食指或无名指固定；
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6、 注射器用后须洗净，以防药液污染；
四、 实验动物简介
1. 常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩
等实验动物。
① 青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标
本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；
② 小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的
初步筛选试验；
③ 大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于
观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试
验的常规动物；
④ 豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药。
⑤ 新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；
成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查。
⑥ 猫，血压试验等；
⑦ 犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察
药物的致吐和镇吐作用。
⑧ 猴和猩猩，高级动物，接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安
全性评价也需要使用猴。
2. 我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类：
① 一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。外观健康，未见
异常，在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅
要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
② 二级动物（清洁动物，CL）：在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。 不带有动物传染病
病原体，如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物。
比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③ 三级动物，即无特定病原体动物（SPF）：在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊
病原菌，无传染病的健康实验动物。SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障
系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。
现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。
④ 四级动物（无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。
无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中，经人工哺育或
无菌动物代乳饲养而成。
一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。
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还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内
形成的。级别位于三级和四级之间。
五、 常用动物的捉拿及给药方法
（一） 小白鼠
1、 捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住
粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上
平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。
2、 给药法
（1） 灌胃：将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右
手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安
静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或
误入气管内而致死亡）。
灌胃体积：0.1-0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。
（2）皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右
手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射
药液。拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。
注射体积：0.1-0.3 ml/10 g。
（3） 腹腔注射：左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈
45度角，一般由左右下腹部刺入。为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，
勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。
注射体积： 0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。
（4） 性别辨认：雌性小鼠：肛门与生殖器距离近，有阴道；
雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。
（二） 大白鼠
1.大鼠灌胃
大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠
灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8 cm，直径约1.2 mm。
大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠
的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操
作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。
2.大鼠腹腔注射
腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
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大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器，配合5.5～7号针头。
腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠
的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤
大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从
腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并
轻微旋转针头，防止漏液。
大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10 ml/kg。
（三） 新西兰兔
1、 耳静脉注射：耳外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。
去毛后可使血管看的更清晰。
左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起，拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头水平经
皮下并沿皮下向前推进少许，再刺入血管；
回抽针管有回血，同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内
即可注射。
注射完毕后，压住针眼，拔出针头，并继续压迫数分钟以防出血。
注射量一般不超过2.0 ml/kg。
2、 兔灌胃给药：需两人合作
助手就做将兔子躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳、固定头部，右手抓住双前肢、固定前
身。
术者将开口器横放在兔子的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把导管经开口器中的小孔，
沿上颚壁慢慢插入食管15-18cm；
导管外口端置于一杯清水中，若无气泡溢出说明确已插入食管，此时可用注射器注入药液，
然后用少许清水冲洗导管。
灌胃完毕，应先捏闭导管外口，拔出导管，再取出开口器。
给药量通常为10 ml/kg。