实验1 药理实验基本操作一、药理学实验注意事项安全、值日。

二、试验报告的撰写实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。

内容包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。

三、药理学实验设计的三大原则重复、随机、对照。

四、药理学实验常用动物简介1.常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩等实验动物。

①青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；②小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的初步筛选试验；③大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于观察药物的抗炎作用。

大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；④豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药；也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究。

⑤新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查；眼用药物的药效学和药动学研究。

⑥猫，血压试验和止咳药物的药效和机制研究等；⑦犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。

犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物；⑧猴和猩猩，高级动物，接近于人类。

常用于观察药物对行为的影响。

新药临床前安全性评价也需要使用猴。

2.我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类①一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。

外观健康，未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。

空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。

比如市场买入的家鸽、猫等动物。

②二级动物（清洁动物，CL）：在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。

不带有动物传染病病原体，如小鼠肝炎病毒等。

国外没有这个级别的动物。

比如试验用新西兰兔和豚鼠等。

③三级动物，即无特定病原体动物（SPF）：在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊病原菌，无传染病的健康实验动物。

SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。

现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。

④四级动物（无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。

体内外均无任何微生物和寄生虫。

无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中，经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成。

一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。

还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。

级别位于三级和四级之间。

五、基本操作1.注射器的使用方法器材：注射器 1 ml、2 ml、5 ml；针头：4号、5号、6号。

一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子用16号针头。

药品：生理盐水试验方法：①安装针头：选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管刻度面一致。

②吸取药液：将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。

③排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液为止。

若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然后一并排出（注意：避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。

④持注射器：用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。

食指固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。

用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。

无名指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。

⑤注意事项：选择适宜的注射器及针头；按接针头时须旋转90度；针头斜面与针管刻度面一致；排尽气泡；注射器针头按接处需用食指或无名指固定；注射器用后须洗净，以防药液污染；2.常用动物的捉拿及给药方法（1）性别辨认：雌性小鼠：肛门与生殖器距离近，有阴道；雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。

大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。

（2）动物的标记（3）小白鼠第一、捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤，食指拉住头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。

或者拇指和食指控制右前肢和头部，其余各指抓住腹部固定。

第二、灌胃给药法：将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或误入气管内而致死亡）。

进针长度为灌胃针的二分之一到三分之一。

灌胃体积：0.1-0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。

第三、皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射药液。

拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。

注射体积：0.1-0.3 ml/10 g。

第四、腹腔注射：左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈45度角，一般由左右下腹部刺入（大腿根部连线和横膈肌之间）。

为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，勿刺入肝或膀胱。

当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。

注射体积： 0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。

（4）大白鼠第一、灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。

灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。

大鼠的灌胃针长约6～8 cm，直径约1.2 mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。

第二、腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。

常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器，配合5.5～7号针头。

腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。

这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。

进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。

大鼠腹腔注射的给药容积一般为0.5～10 ml/100 g。

（5）新西兰兔第一、耳静脉注射：耳外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。

去毛后可使血管看的更清晰。

左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起，拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头水平经皮下并沿皮下向前推进少许，再刺入血管；回抽针管有回血，同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内即可注射。

注射完毕后，压住针眼，拔出针头，并继续压迫数分钟以防出血。

注射量一般不超过2.0 ml/kg。

第二、灌胃给药：需两人合作助手就做将兔子躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳、固定头部，右手抓住双前肢、固定前身。

术者将开口器横放在兔子的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把导管经开口器中的小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15-18 cm；导管外口端置于一杯清水中，若无气泡溢出说明确已插入食管，此时可用注射器注入药液，然后用少许清水冲洗导管。

灌胃完毕，应先捏闭导管外口，拔出导管，再取出开口器。

给药量通常为10 ml/kg。

3. 动物的处死方法第一，颈椎脱臼法：是大、小鼠最常用的处死方法。

用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱日，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。

第二，空气栓塞处死：主要用于大动物的处死，用注射器将空气急速注入静脉，可使动物致死。

空气进入血管，确实能引起气体栓塞，但要视进入气体量的多少而定。

如空气量小，可分散到肺泡毛细血管，与血红蛋白结合。

或弥散至肺泡，随呼吸排出体外，因而不造成损害。

但进入空气量大且比较迅速，则由于心脏的搏动，将空气和心腔内的血液搅拌形成大量泡沫，当心收缩时不被排出或阻塞肺动脉可导致猝死。

一般兔与猫可注入10～20 ml空气。

狗可注入70～150 ml空气。

第三，急性大失血法：用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。

豚鼠与猴等皆可采用此法。

鼠可采用动、静脉大量放血致死。

狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹住，插入套管，然后放松近心端的钳子，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。

狗也可采用股动脉放血法处死。

硫喷妥钠 20～30 mg／kg静脉注射，狗则很快入睡，然后暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约10 cm的横切口，将股动、静脉全部切断，立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物3～5 min内可致死。

第四，吸入麻醉致死法：应用乙醚吸入麻醉的方法处死。

大、小鼠在20～30 s陷人麻醉状态，3～5 min死亡。

应用此法处死豚鼠时，其肺部和脑会发生小出血点，在病理解剖时应予注意。

第五，注射麻醉法：应用戊巴比妥钠注射麻*醉致死。

豚鼠可用其麻*醉剂量3倍以上剂量腹腔注射。

猫可采用本药麻醉量的2～3倍药量静脉注射或腹腔内注射。

兔可用本药80～100 ml/kg的剂量急速注入耳缘静脉内。

狗可用本药100 mg／kg静脉注射。

第六，其它方法：大、小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。

具体操作为右手抓住鼠尾提起动物，用力摔击鼠头部，动物痉挛致死，或用小木锤用力击打头部致死。

用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，由于剪断了脑脊髓，同时大量失血，动物很快死亡。

目前国外多采用断头器断头，将动物的颈部放在断头器的铡刀处，慢放下刀柄接触到动物后，用力按下刀柄，将头和身体完全分离，这时有血液喷出，要多加注意。