食品毒理学实验指导郭红辉刘永吉编写韶关学院英东食品科学与工程学院2012年9月实验注意事项食品毒理学所开设实验均要用到实验动物，为保证实验安全顺利进行，特别提出以下注意事项，所有实验人员务必认真阅读，严格遵守。

1.遵守卫生部颁布实施的《医学实验动物管理实施细则》和广东省第十一届人民代表大会常务委员会第十九次会议通过的《广东省实验动物管理条例》相关规定，不得戏弄或者虐待实验动物。

2.课前预习实验指导，熟悉实验操作流程，撰写预习报告。

3.进入实验室后，到小组所在实验台进行实验操作，不要随意走动，大声喧哗；抓取实验动物或解剖时要做好防护，防止被动物咬伤或抓伤、被实验器具扎伤等意外事故发生；如有意外发生，马上报告老师。

4.实验动物器官和尸体不要随意丢弃，交由班级指定负责人集中处理。

5.实验结束后，清洗和整理好实验用具，交由老师清点后方可离开。

实验一实验动物的基本操作一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等各方面的资料，因此掌握动物实验基本操作是毒理学研究必备技能。

二、实验器材及试剂1、器材大头针、泡沫板、帆布手套、橡胶手套、剪刀、棉签、小鼠鼠笼、1.5及0.5ml EP管等2、试剂（1）3% ~ 5%苦味酸溶液（即２，４，６－三硝基苯酚），因与动物的被毛中的蛋白发生反应，可染成较为牢固的亮黄色。

可用水，也可用一定浓度的乙醇来配制。

（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。

三、内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。

健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。

（二）实验动物性别的鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。

因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，以选用雌雄动物各半。

1.大鼠、小鼠主要以肛门与生殖器的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性，成年鼠直接观察有无外露睾丸。

2.豚鼠用一只手抓住豚鼠颈部，另一只手扒开靠生殖器孔的皮肤，雄性动物在圆孔中露出性器官的突出，雌性动物则现出三角形间隙，成年雌性胸部有二个乳头。

3.家兔可观察其阴部孔洞大小及其离肛门的距离。

孔洞扁形略大，离肛门较近的为母兔；孔洞圆形而小，离肛门较远的为公兔。

对开眼后的仔兔和满月幼兔鉴别公母时，右手抱定仔兔，腹部朝上，左手中指与食指夹住兔尾，拇指轻按，掰开后阴部，生殖器孔即可张开，孔口类叶形有隙缝并呈“v”形的为母兔，孔口突出呈圆形的为公兔。

（三）实验动物的抓取方法1.小鼠先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

2.大鼠的抓取方法基本同小鼠，但因大鼠凶猛，不宜采取袭击方法抓取。

为避免咬伤，可带上帆布或棉纱手套。

采用左手固定法，用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手可进行各种实验操作。

3.豚鼠的抓取方法豚鼠胆小易惊，在抓取时要稳、准、迅速。

用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部即可。

4.兔的抓取方法用右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托住其臀部或腹部，让其体重的大部分重量集中在左手上。

（四）实验动物的编号、标记方法1.称重大、小鼠秤的感应量需在0.1g以下。

根据实验的不同要求，选择一定数量的大小鼠，体重要求在同一组内、同性别动物体重差异应小于平均体重的10%，不同组间同性别动物体重均值差异应小于5%。

2.编号（1）染色法：一般用苦味酸。

一般头部为1，右前腿为2，右腰为3，右后腿为4，尾基部为5，左后腿为6，左腰为7，左前腿为8，背部为9。

双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。

例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。

此法略嫌烦杂。

（2）剪耳法（3）烙印或剪毛法（4）号牌法（5）植入芯片法采用独特专利技术,直径2mm长11mm的IMI-1000识别芯片在植入后在动物组织内保持位置固定,不会任意移动。

在研究结束后,可以和需要保存的组织一起低温保存或液体保存,即使经过几十年的长期保存,仍然可以马上读取数据。

（五）实验动物的随机分组法动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组时为了避免人为的因素影响常应用随机数字表进行完全随机化的分组。

（六）实验动物的被毛去除方法1.剪毛（1）把剪刀贴近皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；（2）依次剪毛，不要乱剪；（3）剪下来的被毛集中在一个容器内，勿遗留在手术野和操作台周围。

2.拔毛3.脱毛（七）实验动物染毒途径和方法1.皮下注射皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。

作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。

操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。

注射量约为0.1-0.3ml/10g 体重。

2.皮内注射是将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。

先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。

注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。

注射量为0.1ml/次。

3.肌肉注射小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。

当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。

操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。

将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重.4.腹腔注射左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。

固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

注射量为0.1-0.2ml/10g体重。

5.静脉注射（1）兔：常用耳外缘静脉；（2）大小白鼠：一般为静脉注射（左右二侧的）；小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。

操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。

表1 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格动物名称项目灌胃皮下注射肌肉注射腹腔注射静脉注射小白鼠最大给药量使用针头1ml9(钝头)0.4ml5(1/2)0.4ml5(1/2)1ml5(1/2)0.8ml4大白鼠最大给药量使用针头1ml静脉切开针1ml60.4ml62ml64ml5鼠最大给药量使用针头3ml静脉切开针1ml6(1/2)0.5ml6(1/2)4ml75ml5兔最大给药量使用针头20ml10号导尿管2ml6(1/2)2ml6(1/2)5ml710ml6猫最大给药量使用针头20ml10号导尿管20ml72ml75ml710ml6蛙淋巴囊注射最大注射量1ml/只6.经口染毒：灌胃在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。

小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针；亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。

灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。

若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。

一般当灌胃针插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。

常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml。

7.其他途径给药：（1）呼吸道染毒（2）皮肤染毒：a.斑贴法；b.浸尾法（八）实验动物生物材料采集和制备（八）动物常用采血方法（1）大小鼠鼠尾采血法：剪尾法或尾静脉采血剪尾法当所需血量很少时采用本法。

固定动物并露出鼠尾。

将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。

再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。

也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。

每鼠一般可采血10余次以上。

小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。

鼠尾静脉刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。

先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。

用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。

如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

（2）眼眶静脉丛采血法采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。

当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。

右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。

刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。

当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。

若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。